تعیین ویژگی‏های مولکولی و کاتالیتیکی آنزیم زایلاناز اسیددوست باسیلوس سابتیلیس K40b

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانش آموخته کارشناسی ارشد گروه آموزشی بیوتکنولوژی کشاورزی دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی دانشگاه آزاد اسلامی واحد علوم و تحقیقات

2 عضو هیات علمی بخش بیوتکنولوژی میکروبی و ایمنی زیستی پژوهشکده بیوتکنولوژی کشاورزی ایران

3 کارشناس ارشد بخش بیوتکنولوژی میکروبی و ایمنی زیستی پژوهشکده بیوتکنولوژی کشاورزی ایران

4 استاد گروه آموزشی بیوتکنولوژی کشاورزی دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی دانشگاه آزاد اسلامی واحد علوم و تحقیقات

چکیده

در بررسی حاضر سویه باسیلوس سابتیلیسK40b  از ریزوسفر برنج جدا و پتانسیل تولید آنزیم زایلاناز آن با استفاده از روش بیوشیمیایی ارزیابی شد.  حضور ژن زایلاناز در سویه K40b به روش مولکولی ردیابی و پس از تعیین توالی در بانک ژن مرکز اطلاعات زیست فناوری ثبت شد.  توالی این ژن شامل 563 نوکلئوتید است که یک رشته پپتیدی 187 اسید آمینه‏ای را کد می‏کند.  مقایسه توالی ژن زایلاناز سویه مورد بررسی با توالی‏های مرجع نشان می‏دهد که آنزیم تولید شده توسط سویه باسیلوس سابتیلیس K40b متعلق به خانواده 11 گلیگوزید هیدرولاز است و بالاترین شباهت را به زایلانازهای باسیلوسی دارد.  روش سطح پاسخ با استفاده از طرح مرکب مرکزی نیز به منظور تعیین دما و pH بهینه فعالیت کاتالیتیکی آنزیم زایلاناز تولید شده به­کار گرفته شد.  دامنه مورد بررسی متغیرهای دما و pH در این مطالعه به­ترتیب 75-25
درجه سلسیوس و5/8-5/4 بود.  بر اساس نتایج حاصل از آنالیز واریانس، مدل درجه دوم به­عنوان مدل مناسب برای
پیش­بینی متغیر پاسخ (فعالیت آنزیم زایلاناز) پیشنهاد شد.  نتایج نشان می‏دهد که آنزیم زایلاناز تولید شده توسط سویه مورد بررسی در pH بین 2/5 تا 2/6 و دمای 50 تا 60 درجه سلسیوس بیشترین فعالیت را دارد.  همچنین، بر اساس نتایج بهینه­سازی مشخص شد که pH قلیایی و دمای بیشتر از 70 و کمتر از 50 درجه سلسیوس نیز موجب کاهش قابل توجهی در فعالیت کاتالیتیکی آنزیم خواهد شد.

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

Molecular and Catalytic Characterization of Acidophilic Xylanase Bacillus Subtilis K40b

چکیده [English]

Bacillus subtilis K40b was isolated from rice rhizospheres and its potential for production of xylanase was evaluated using biochemical methods. The gene for xylanase in B. subtilis K40b was amplified, sequenced and assigned to the NCBI Genebank. The gene size was estimated to be 563 bp encoding 413 amino acids. Comparison of the xylanase gene with reference sequences showed that the xylanase of B. subtilis k40b belongs to the glycosyl hydrolyase family 11 (GH11) and was closely related to Bacillus xylanase. Response surface methodology using a central composite design was applied to determine the optimum temperature and pH of the xylanase B. subtilis K40b catalytic activity. Testing was carried out at temperatures of 25 to 75 °C and pH values of 4.5 to 8.5. ANOVA was used to derive a quadratic model equation for prediction of enzyme activity. Results showed that the optimal conditions for xylanase activity were 6.5 pH and 50°C. Alkaline pH and temperatures >70°C and <50°C resulted in a noticeable decrease in xylanase activity.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Bacillus subtilis
  • Central composite design
  • response surface methodology
  • xylanase
Bailey, M., Biely, P. and Poutanen, K. 1992. Interlaboratory testing of methods for assay of xylanase activity. J. Biotechnol. 23, 257-70.

Beg, Q. K., Kapoor, M., Mahajan, L. and Hoondal, G. S. 2001. Microbial xylanases and their industrial applications: a review. Appl. Microbiol. Biotechnol. 56, 326-38.

Butt, M. S., Tahir Nadeem, M., Ahmad, Z. and Sultan, M. T. 2008. Xylanases and their applications in baking industry. Food Technol. Biotechnol. 46, 22-31.

Chavez, R., Bull, P. and Eyzaguirre, J. 2006. The xylanolytic enzyme system from the genus Penicillium.  J. Biotechnol. 123, 413-433.

Collins, T., Gerday, C. and Feller, G. 2005. Xylanases, xylanase families and extremophilic xylanases.  FEMS Microbiol. Rev. 29, 3-23.

Coutinho, P. M. and Henrissat, B. 1999. Carbohydrate-Active Enzyme Server (CAZY). Available at: http://afmb.cnrs-mrs.fr.

Henrissat, B. and Coutinho, P. M. 2001. Classification of glycoside hydrolases and glycosyltransferases from hyperthermophiles. Methods Enzymol. 330, 183-201.

Khianngam, S., Tanasupawat, S., Lee, J., Lee, K. and Akaracharanya, A. 2009. Paenibacillus siamensis sp.  nov. Paenibacillus septentrionalis sp. nov. and Paenibacillus montaniterrae sp. nov., xylanase-producing bacteria from Thai soils. Int. J. Syst. Evol. Micr. 59, 130-134.

Lindemann, J., Arny, D. C. and Upper, C. D. 1984. Epiphytic populations of Pseudomonas syringae pv.  syringae on snap bean and nonhost plants and the incidence of bacterial brown spot disease in relation to cropping patterns. Phytopathol. 74, 1329-1333.

Louw, C., La Grange, D., Pretorius, I. S. and van Rensburg, P. 2006. The effect of polysaccharide-degrading wine yeast transformants on the efficiency of wine processing and wine flavour. J. Biotechnol. 125, 447-461.

Polizeli, M., Rizzatti, A., Monti, R., Terenzi, H., Jorge, J. and Amorim, D. 2005. Xylanases from fungi: properties and industrial applications. Appl. Microbiol. Biotechnol. 67, 577-591.

Pollet, A., Delcour, J. A., Courtin, C. M. 2010. Structural determinants of the substrate specificities of xylanases from different glycoside hydrolase families. Crit. Rev. Biotechnol. 30(3): 176-191.

Sa Pereira, P., Paveia, H., Costa-Ferreiram, M. and Aires-Barros, M. R. 2003. A new look at xylanases: an overview of purification strategies. Mol. Biotechnol. 24, 257-281.

Schneider, H. 1989. Conversion of pentoses to ethanol by yeasts and fungi. Crit. Rev. Biotechnol. 9, 1-40.

Wu, Y. B., Ravidran, V., Thomas, D. G., Birtles, M. J. and Hendricks, W. H. 2004. Influence of method of whole wheat inclusion and xylanase supplementation on the performance, apparent metabolisable energy, digestive tract measurements and gut morphology of broilers. Brit. Poultry Sci. 45, 385-94.

Zakaria, M. R., Tabatabaei, M., Ghazali, F. M., Abd-Aziz, S., Shirai ,Y. and Hassan, M. A. 2009.  Polyhydroxyalkanoate production from anaerobically treated palm oil mill effluent by new bacterial strain Comamonas sp.  EB172.  World J. Microbiol. Biotechnol. 26, 767-774.